Документы для организации разведения лабораторных животных. Упорядочить по номеру документа упорядочить по дате введения

Цель: изучить правила техники безопасности, требования к подготовке, организации и проведению экскурсий в природе, научиться планировать, проводить и фиксировать наблюдения, ознакомиться с основными методами зоологических исследований и методами коллектирования позвоночных животных.

Оборудование и материалы: рабочая программа учебной практики по зоологии позвоночных, график учебного процесса обучения студентов специальности 050102 «Биология» в текущем учебном году, правила техники безопасности, приборы для наблюдений за погодой (флюгер, нефоскоп, барометр-анероид, гидрометр, термометры, снегомерная рейка, осадкомер Третьякова, объемный снегомер, ручной анемометр), компас, GPS-навигатор, шагомер, курвиметр, бинокль, планшет, карандаши, линейка, рулетка, дневник полевой практики, журнал полевой практики, основная и дополнительная литература по учебной практике.

Работа 1. Изучение рабочей программы учебной практики по зоологии позвоночных

Работа 2. Изучение правил по технике безопасности в период прохождения учебной практики по зоологии позвоночных

Изучите правила техники безопасности, составьте конспект.

Ознакомьтесь с состоянием окружающей среды в Вологодской области, используя «Атлас…» (1995), и с ландшафтно-эпизоотическим районированием территории Вологодской области (Радченко, 2007), составьте список природно-очаговых особо опасных заболеваний, выясните в медпункте ЧГУ и запишите схему прививок от клещевого энцефалита для студентов, поступивших в университет.

Ознакомьтесь со следующими природно-очаговыми заболеваниями и их профилактикой: туляремия, геморрагическая лихорадка с почечным синдромом (ГЛПС), лептоспироз, энцефалит клещевой (весенне-летний), боррелиоз системный клещевой (болезнь Лайма).

Работа 3. Изучение требований, предъявляемых к подготовке, организации и проведению экскурсий

Ознакомьтесь с материалом работы и ответьте на вопросы: какие этапы выделяют в экскурсионной работе? Какие работы выполняют педагог и обучаемый на каждом этапе?

Основной формой работы на полевой практике по зоологии позвоночных служат экскурсии в природу. Они имеют важное об­разовательное значение. Под руководством преподавателя студен­ты-биологи учатся наблюдать животных в естественной для них обстановке, знакомятся с фауной позвоночных животных конк­ретного района. При правильной организации экскурсий студенты смогут научиться узнавать животных по внешнему облику, по голосам, по сле­дам деятельности, устанавливать их биотопические и трофичес­кие связи, место и роль в биоценозах. На экскурсиях студенты приобретают навыки наблюдений за животными, навыки проведения зоологических экскурсий, которые в дальнейшем смогут приме­нить в самостоятельной работе при выполнении курсовых и дипломных работ, а также в своей педагогической работе со школьниками.

Экскурсии в природу проводятся с группами студентов из 10 – 12 человек. Это количество обучающихся на одного руководителя предусмотрено техникой безопасности при проведении экскурсий и походов в природу со студентами и школьниками. И, конечно же, большее количество людей затрудняет наблюдение за осторожными, подвижными живот­ными. Каждая экскурсия планируется и готовится заранее. Преподава­тель определяет основную тему предстоящей экскурсии, например: животные леса или луга. При этом он должен иметь в виду, что любая экскурсия будет в той или иной степени комплексной. Например, при экскурсии в смешан­ный лес будут встречены представители классов птиц, млекопита­ющих, земноводных и пресмыкающихся. При подготовке экскурсии преподаватель по карте или плану местности намечает основной маршрут, проходит его заранее, отмечает возможные объекты для наблюдений: следы, погрызы, погадки, гнезда, норы и т.д. Он должен представлять, какие примерно животные (обычные и массовые виды) могут встретиться на экскурсии. Заранее следует подготовить оборудование и одежду. Для наблюдений за птицами и крупными зверями необходим полевой бинокль (не менее 7 – 8-кратного увеличения). Нужно иметь набор оборудования: компас, план местности или под­робную карту, измерительные инструменты (штангенциркуль, линейку, мерную ленту длиной 10 – 20 м). Для сбора следов деятельности животных: по­гадок, старых гнезд и т.д. – необходимо иметь рюкзак и упако­вочную тару – коробки, пакеты и газетную бумагу. Желательно иметь фотоаппарат (видеокаме­ру), портативный магнитофон (диктофон) для записи и воспро­изведения голосов животных. На экскурсиях необходимы полевые оп­ределители птиц (млекопитающих и т.д.) с цветными изображе­ниями животных.

Экскурсия проводится при благоприятной погоде. Не следует проводить экскурсию при обильных осадках, грозе, сильном ветре. Желательно выбрать такое время суток, когда животные наиболее активны и их легче наблюдать.

Экскурсия делится на несколько частей: вводная часть, основ­ная часть и подведение итогов. В начале экскурсии преподаватель делает небольшое введение, знакомит студентов с целью экскурсии, ее продолжительностью, примерным маршрутом. На первой экс­курсии студенты должны познакомиться с географическим по­ложением, рельефом, гидрографией района, почвами, расти­тельностью. Преподаватель обращает внимание студентов на изменение естественных природных ландшафтов в связи с хозяйственной деятельностью людей, напоминает правила поведения на экскурсии, объясняет важность их строгого соблюдения; показывает, как правильно пользоваться биноклем, чтобы быс­тро обнаружить подвижное животное на значительном расстоя­нии, как незаметно подойти к нему, чтобы рассмотреть, услы­шать, зарисовать, сфотографировать. Студенты визуально опре­деляют и записывают в записные книжки состояние погоды: яс­ность солнечного сияния, степень и характер облачности, нали­чие или отсутствие тумана, дымки, осадков, направление и силу ветра. Преподаватель объясняет, как может изменяться поведение животных при разных параметрах среды. После небольшой вступительной беседы группа направляется на экскурсию. Важно соблюдать определенный порядок следования на экс­курсии: преподаватель идет впереди, студенты следуют за ним компактной группой. При обнаружении животного преподава­тель делает знак, чтобы все остановились и обратили внимание на наблюдаемый объект.

На экскурсии преподаватель рассказывает только о том, что удается наблюдать. Результаты экскурсии представляют собой то, что студентам удалось увидеть, услышать, зарисовать, изме­рить (сфотографировать, снять камерой), записать в записную книжку. Преподаватель дает лишь небольшие пояснения наблюда­емым явлениям. Основа экскур­сии – это наблюдения и небольшие самостоятельные работы сту­дентов. Они рассматривают, определяют, измеряют, рисуют схе­мы. Записи делаются краткими, в дальнейшем в лаборатории во время камеральной обработки со­бранного материала студенты расшифровывают полевые записи. Используя специальную литературу, каждый студент состав­ляет дневник полевой практики, в который заносит все со­бранные и обработанные в лаборатории сведения. Нужно тщательно описывать маршрут, природную обста­новку (рельеф, растительность и т.д.), состояние погоды, количество встреченных отдыхающих и т.д. во время каждой экскурсии. Эти описания обычно предваряют все другие экскурсионные наблюдения. Обычно экскурсия продолжается 3 – 4 часа, за это время практиканты проходят 3 – 7 км.

Следует обратить особое внимание на узнавание животных в природе по внешнему облику, го­лосам, следам деятельности. Большую пользу в обучении могут оказать запи­си пения птиц (например, размещенные на сайте http//www.ecosystema.ru). Можно использовать магнитофонные записи го­лосов птиц и во время экскурсий, например, в лесу для подманивания скрытно держащихся видов.

В конце экскурсии подводятся итоги, отмечаются все на­блюдавшиеся виды животных, уточняется фенологический период их жизни, отмечаются редкие, обычные и многочисленные виды.

Работа 4. Методы полевых исследований по зоологии позвоночных

Ознакомьтесь с приведенными в работе сведениями, и, используя литературу, указанную в конце пособия, ответьте на вопросы и выполните задания.

Какое значение имеют методы исследования для учебной полевой практики? Какие основные группы методов полевых исследований принято изучать в рамках учебной практики?

Перечислите основные методы фаунистических исследований.

Какие методы называют прямыми методами изучения животных, а какие – непрямыми?

Что понимают под протоколами наблюдений?

Какие требования предъявляются к записи наблюдений?

Приведите пример содержания самой простой карточки наблюдений.

Назовите основные типы полевых дневников.

В какой программе Windows ведут протоколы наблюдений? Какую информацию содержат таблицы таких дневников?

Какими графическими материалами дополняются экскурсионные записи наблюдений?

Перечислите комплект личного снаряжения и оборудования, включая хирургический инструмент, необходимого для прохождения учебной практики по зоологии позвоночных.

В каком виде сохраняют позвоночных животных для научных и учебных целей?

Ознакомьтесь с дневником Ч. Дарвина во время его путешествия на корабле «Бигль» как образцом работы естествоиспытателя.

Что такое погода? Какие элементы погоды выделяют при ее характеристике? Какие приборы используются для определения температуры, влажности, давления воздуха? Какими приборами определяются скорость, направление и сила ветра?

Какие параметры метеорологических факторов являются оптимальными, а какие критическими для насекомоядных, мышевидных грызунов, куньих-миофагов, куньих-ихтиофагов, копытных?

Как осуществляется движение по азимуту?

Как работают с шагомером и курвиметром?

Какое место занимают географические карты и схемы в зоологической работе? На каких этапах зоологических экскурсий их используют и для каких целей?

Значение методики для успешного проведения экскурсии и исследовательской работы. Успех намеченной экскурсии и исследовательской работы в значительной степени определяется правильно выбранной методикой. Под методикой подразумевается сумма технических приемов, направленных на разрешение той или иной научной проблемы.

Этапы проведения экскурсии и исследования. Экскурсия и исследование осуществляются в несколько этапов – подготовительный, сбор материала в поле, камеральная обработка, обобщение, практическое использование полученных результатов (в частности в курсовой работе или школьном курсе биологии). Последовательность этапов может быть другой, этапы могут повторяться в процессе корректировки исследовательской работы и экскурсии.

Протоколы работы и дневники наблюдений . Запись наблюдений имеет в полевых исследованиях наземных и водных позвоночных исключительно большое значение. Только запротоколированный факт имеет подлинную научную ценность и представляет собой настоящий документ. Запись наблюдений необходимо делать сразу же после наблюдения, ни в коем случае не полагаясь на память (даже при исключительной памяти обилие разнообразных впечатлений может отразиться на точности и достоверности отсроченной фиксации увиденного). При этом можно вести запись сначала на диктофон, затем переносить ее на цифровые или бумажные носители. В записях нужно разграничивать твердо установленные факты от догадок, предположений и сведений, собранных путем опроса других лиц.

Существует несколько способов записи наблюдений, но независимо от того, какой из них используется, необходимо соблюдать некоторые общие правила:

производить записи немедленно или вскоре после наблюдения;

запись наблюдения делать с предельной точностью и ясностью;

всегда указывать дату, время, место и условия наблюдения;

запись делать разборчиво, по возможности без сокращений; если используются сокращения, то они расшифровываются сразу по возвращении с экскурсии.

Тщательное, аккуратное оформление записей чрезвычайно облегчает их последующую обработку. В качестве полевого дневника удобно использовать записные книжки с плотной бумагой, в твердом переплете, формата приблизительно 8 × 11 см. При таком размере дневник свободно помещается в кармане полевой куртки. Записи делаются мягким (2М, В, НВ) простым карандашом или шариковой ручкой, желательно на одной стороне листа. Дневники нумеруются, и на первой странице делается надпись, указывающая период наблюдений, фамилию автора и его адрес с просьбой о возвращении в случае потери.

Наиболее распространенным видом дневника является хронологический дневник. Его часто называют дневником первичных записей . В нем наблюдения протоколируются ежедневно и по порядку. В начале записи указывается число и день недели, затем дается краткая характеристика погоды, далее – экскурсионный маршрут за день и, наконец, следует подробное изложение произведенных наблюдений. Такой дневник имеет те преимущества, что в нем детально фиксируются ход и условия работы, точно отражается последовательность развития сезонных явлений, что позволяет сформировать ясное представление об общих закономерностях в природе в разные годы. А сама техника записей в этом случае максимально простая. Серьезным недостатком хронологических дневников является сложность выборки данных по отдельным видам, местообитаниям и другим вопросам.

Другой вид дневников – предметный , или тематический . Он часто напоминает лабораторный журнал, его страницы обычно имеют вид таблиц, в которые вносятся данные. Нередко дневник заменяется карточками разного формата. В них или в дневниках фиксируются сведения по каждому виду или вопросу последовательно, по мере накопления, в заранее продуманной и подготовленной форме. Содержание и форма самой простой карточки или таблицы представлены ниже.

Фиксация записей в виде таблиц, особенно в приложении Microsoft Office Excel, позволяет обрабатывать данные по видам, биотопам, сезонам, времени суток и т.д. Заполнять такие карточки или таблицы желательно сразу после экскурсии.

Делая первичные записи в полевом дневнике, желательно записывать не только целевые наблюдения (наблюдения объекта исследования), но и другие натуралистические факты, которые в последующем анализе материалов наблюдений позволят сделать более точные оценки и выводы. Как образец работы можно рекомендовать дневник Ч. Дарвина во время его путешествия на «Бигле» (Дарвин, 1935).

Современное полевое зоолого-экологическое исследование должно дополняться графическим материалом – картосхемами, рисунками, фотографиями, а также аудио- и видеозаписями.

Карта или план местности необходимы для полевой работы как в период подготовки, когда происходит предварительное заочное ознакомление с районом и намечаются основные участки и маршруты, так и во время работы в поле. Поэтому следует заранее обеспечить себя как можно более подробными и точными картами и планами или расшифрованными планшетами аэрофото- и космической съемки. В северных лесных районах можно использовать планы леспромхозов с нанесенной на них квартальной сетью, сильно облегчающей не только ориентировку на местности, но и нанесение на карту нужных зоологу данных. Часто кварталы имеют стороны всего в 1 км, а в пределах квартала на плане могут быть обозначены так называемые «выделы», т.е. отдельные участки леса или других угодий. Такие подробные планы представляют исключительную ценность и удобство.

Полезный планово-картографический материал можно получить в местных органах управления, охотничьих хозяйствах, а также у геологов, почвоведов и у геоботаников. Геоботанические карты и планы заслуживают наибольшего внимания в силу исключительного значения растительных сообществ для жизни животных. Карты растительности дают исходный материал для последующей зоолого-экологической оценки. Карты и схемы используются для ориентирования на местности, для нанесения на них маршрутов, учетных линий, пробных площадок и т.д., а также для биосъемки, т.е. для нанесения на нее различных специальных зоологических данных – распространения наиболее важных видов животных, мест их массового скопления, зимовок, путей миграций и кочевок, плотности населения, численности, местонахождения нор, гнезд, колоний, солонцов, водопоев, распределения кормовых ресурсов, изохрон фенологических явлений и т.п.

Если возникает необходимость картирования отдельных небольших участков, почему-либо особенно важных для работы – водоемов, заселенных ондатрой, выхухолью или водоплавающими птицами, колоний, нор или гнезд, то необходимо познакомиться с методикой глазомерной съемки хотя бы в кратком изложении (Новиков, 1949) и включить в научное снаряжение необходимое для нее оборудование: планшет, компас, трехгранную линейку, миллиметровую бумагу, желательно шагомер.

Научная зарисовка . Зоолог должен овладеть минимумом технических приемов рисования, достаточных для изображения необходимой информации. Образцом по использованию техники рисунков являются работы А.Н. Формозова (рис. 1). Рисунок должен схематично, но точно передавать форму и относительные размеры объекта. Обычно необходимо обозначить масштаб или размеры объекта. При зарисовке гнезд важно показать схему расположения их в ветвях.

Рис. 1. След правой передней лапы лисицы, выполненный штриховым и контурным рисунками (по: Формозов, 1989)

Фотографирование . Фотоаппарат прочно вошел в основной арсенал зоолога. Развитие цифровой техники создало основу для еще более широкого применения фотографии в научной работе. Снимок, правильно этикетированный, является не простой иллюстрацией, а таким же научным документом, как запись в дневнике, карта или коллекционный экземпляр. Иногда фотография, например фотография местообитания животного, может заменить длинное описание и дать при этом более ясное представление того, о чем идет речь. Биологические снимки необходимо снабжать какими-либо масштабами для оценки размеров объектов: положить около следа линейку, разместить рядом спичечный коробок, футляр для очков и пр. Без масштаба фотография теряет значительную часть информации. Для съемки животных в природе можно применять некоторые охотничьи приемы – скрадывание, подманивание на голос, засады. Хорошие результаты дает использование скрадка. Если позволяют средства, можно использовать фотоловушки – стационарно установленные фотокамеры с тепловизорами и электромагнитным спуском. Развитие навыков съемки животных следует начинать с домашних животных.

Экскурсионное и экспедиционное оборудование. Успех полевой работы в значительной мере определяется обеспеченностью необходимым оборудованием и снаряжением, о котором в деталях можно прочитать в различных монографиях (см., напр.: Сабанеев, 2004).

Общие естественнонаучные методы полевой работы. Часто необходимые данные по микроклимату гнезд или нор, по защитным условиям различных местообитаний, параметрам среды обитания (например, почвенным), по состоянию кормовых ресурсов и т.д. получают, используя многочисленные приемы и методы, детально описанные Г.А. Новиковым (1949).

Общие зоологические методы полевой работы обычно подразделяют на:

методы фаунистических исследований, позволяющие установить видовой состав животных, обитающих на интересующей территории;

методы количественной оценки популяций;

методы изучения размножения позвоночных животных;

методы изучения питания животных;

методы изучения и регистрации активности животных;

методы изучения сезонных перемещений животных, в частности – миграций птиц (Новиков, 1949). Все эти группы методов имеют специфические особенности при изучении представителей разных классов позвоночных животных – круглоротых, костных рыб, земноводных, пресмыкающихся, птиц и млекопитающих. В рамках практики по зоологии позвоночных ознакомление с основными методами осуществляется на более доступных для наблюдений видах.

Следует заметить, что применяемые в настоящее время методы количественного учета всех позвоночных животных обычно разделяют на две группы. Первая группа включает методы, при использовании которых определяется или общая (тотальная) численность популяции какого-либо вида (например, в результате полного пересчета зверей на морских лежбищах), или плотность населения вида – количество особей на единицу площади учета (например, в результате полного вылова зверьков на пробных площадках). Их называют методами абсолютных учетов численности. Вто­рая группа объединяет методы, которые позволяют определить относительное обилие (относительную численность) вида – количество особей на какую-либо условную единицу измерения: расстояние, время, число встреч за экскурсию или другие показатели. Например, часто подсчитывают число птиц на один километр маршрута, за один час экскурсии или наблюдений на одной точке, про­цент числа встреч конкретного вида от общего числа встреч всех видов за определенное время либо на определенном рас­стоянии. Методы относительного учета обычно используют при изучении фауны для получения сведений о биотопических пред­почтениях отдельных видов или групп видов. Они также делятся на две группы. Первая группа включает способы относительного косвен­ного учета, вторая группа – способы относительного прямого учета. Например, к группе способов относительного косвенного учетаотносится оценка численности зверьков по биологическим индикато­рам. В связи с тем, что хищные птицы-миофаги изменяют районы обитания в за­висимости от обилия (численности) служащих им пищей мел­ких млекопитающих, эти птицы могут быть использованы в ка­честве индикатора заселенности угодий мелкими зверьками (Формозов, 1989).Кгруппе способов относительно прямого учета относится метод учета земноводных и мышевидных грызунов направляющими заборчиками с ловчими конусами.

Основными методами, используемыми для установления видового состава фауны, являются прямые наблюдени я и определения животных в природе . Наблюдать диких животных не всегда легко, так как многие из них скрытные и осторожные или ведут ночной образ жизни. Для наблюдения за дикими животными часто достаточно бинокля и обычного полевого снаряжения (фотоаппарата, записной книжки и пр.). Нередко приходится прибегать и к специальной технике и приборам.

Наблюдения за дикими животными проводятся или на экскурсиях, или путем подкарауливания, сидя на одном месте. Экскурсии могут быть обзорными и целевыми (тематическими). В первом случае экскурсия ведется по какому-либо маршруту и материал собирается подряд, но обычно каждая вылазка имеет свою цель, то более, то менее широкую, но всегда вытекающую из общего плана и программы исследования. Такими экскурсиями могут быть экскурсии для изучения видового состава отдельных биотопов, для наблюдения суточного цикла, сбора материала по питанию и т.п.

Если вы заметили зверя или птицу, то лучше в первый момент не останавливаться, а идти дальше, делая вид, словно не заметили животное. В этом случае оно не так пугается. При скрадывании животного самое важное не делать никаких резких движений, продвигаться постепенно, пользуясь моментами, когда животное чем-нибудь занято, и двигаться не прямо на него, а стороной. При скрадывании зверей нужно внимательно следить за направлением ветра, ибо млекопитающие руководствуются преимущественно обонянием, а затем уже слухом.

Подкарауливание. При умелом выборе места и времени наблюдения подкарауливание позволяет познакомиться с самыми сокровенными сторонами жизни диких животных и получить интереснейшие данные об их экологии и поведении. Особенно полезно устраивать засады около гнезд, нор, на местах кормежки, около водопоев и купалок, у солонцов, на берегах озер и рек, где боровая дичь собирает гальку, на тропах, путях переходов, перелетов или на местах остановок во время миграций. Как экскурсии, так и подкарауливание лучше всего проводить ранним утром или вечером.

Подкарауливание дает еще большие результаты, если применять подманивание животных на пищу, голос и т.д.

Коллектирование собранного материала. Отлов животных, их препарирование и обработка для длительного хранения, сбор продуктов жизнедеятельности животных и их хранение – непременные процедуры, сопровождающие зоологические исследования. Коллектирование животных, принадлежащих к разным классам позвоночных животных, имеет свои особенности и детально описывается в специальных руководствах. В рамках общей практики по зоологии предусматривается ознакомление с некоторыми приемами и методами отлова, препарирования и длительного хранения только амфибий и мелких млекопитающих. Для препарирования животных и снятия необходимых промеров требуются следующие инструменты и материалы (рис. 2): весы с разновесами, линейка, складной метр или рулетка, штангенциркуль, нож-

Рис. 2. Некоторые инструменты для препарирования животных: штангенциркуль, плоскогубцы, острогубцы, скальпели, ножницы, пинцет

ницы, скальпели, пинцеты, скребки для чистки черепов, плоскогубцы или круглогубцы, напильник, мелкозернистый брусок, иголки и нитки, ватман, бумага оберточная, иголки английские, вата и пакля, крахмал (мука картофельная), соль бария или мышьяковистый натр, кисти волосяные, нафталин или другие инсектициды, марля, несессер или футляр для хранения препаровальных инструментов.

Работа 5. Ознакомление с районом проведения практики по зоологии позвоночных

Ознакомьтесь с приказом ректора ЧГУ о прохождении практики студентами, обучающимися по специальности 050102 «Биология» в 2009/10 учеб. г. Используя картографические материалы кафедры биологии ЧГУ, подготовьте индивидуальные карто-схемы района или районов прохождения практики.

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ

В ТОКСИКОЛОГИЧЕСКОМ ЭКСПЕРИМЕНТЕ

В методических рекомендациях проанализированы возможности использования различных видов лабораторных животных в токсикологических экспериментах, представлены основные типы токсикологических исследований и способы введения химических веществ при их осуществлении; приведены варианты моделирования алкогольной интоксикации; обоснованы принципы моделирования комбинированного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности.

Методическое пособие составлено,

К.В. Шелыгиным, д.б.н.

И.А. Кирпич, доц.

В.Я. Леонтьевым, проф.

А.Г. Соловьевым.

под редакцией проф., академика РАМН П.И. Сидорова.

Рецензент: зав. кафедрой биологии и экологи человека и животных Поморского государственного университета им. Ломоносова, д.б.н., проф. В.А. Барашков

1. Моделирование острых и хронических токсических эффектов– важное направление клинической токсикологии

2. Основные лабораторные животные, используемые в токсикологических исследованиях

2.1 Грызуны

2.3. Крупные млекопитающие

3. Острые, подострые и хронические эксперименты в токсикологии

4. Способы введения токсических веществ

5. Моделирование острой и хронической алкогольной интоксикации

6. Моделирование комбинированного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности

Литература

1. МОДЕЛИРОВАНИЕ ОСТРЫХ И ХРОНИЧЕСКИХ ТОКСИЧЕСКИХ

ЭФФЕКТОВ – ВАЖНОЕ НАПРАВЛЕНИЕ КЛИНИЧЕСКОЙ ТОКСИКОЛОГИИ

Одно из основных направлений современной токсикологии напрямую связано с исследованием патологических изменений организма при острых и хронических токсических воздействиях.

Большую помощь в изучении механизмов развития морфофункциональных осложнений острой и хронической интоксикации могут оказать эксперименты на лабораторных животных, поскольку прямые исследования не всегда возможны, а порой и этически недопустимы. Разумеется, экстраполяция экспериментальных данных на патологию человека в рамках развития положений клинической токсикологии требует определенной осторожности ввиду известных особенностей протекания метаболических процессов у животных, функциональных характеристик их внутренних органов, а подчас и существенных отличий в строении организма. Тем не менее, опыты на животных позволяют проследить динамику патологических изменений в органах и составить представление о развитии патологических процессов на системном, органном, клеточном и субклеточном уровнях, что является необходимым условием для разработки эффективных методов профилактики и лечения отравлений различной этиологии.

При проведении эксперимента необходимо руководствоваться принципами гуманного отношения к животным в соответствии с Международными рекомендациями (1993), а так же с соблюдением биоэтических норм и требований Международного комитета по науке (1978).

В соответствии с диффиренцированными задачами моделирования эффектов токсического воздействия химических соединений эксперименты могут проводиться на различных лабораторных животных, наиболее распространенными видами среди которых в токсикологических исследованиях являются грызуны, птицы и крупные млекопитающие.

2. ОСНОВНЫЕ ЛАБОРАТОРНЫЕ ЖИВОТНЫЕ,

ИСПОЛЬЗУЕМЫЕ В ТОКСИКОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЯХ

2.1. Грызуны.

При моделировании токсических эффектов химических веществ наиболее часто используются грызуны (мыши, крысы, морские свинки, кролики).

Белые лабораторные мыши, являющиеся альбиносами домашней серой мыши, используются для определения токсичности химических веществ, стандартизации фармакологических препаратов.

Морские свинки являются классическим объектом для изучения аллергогенности химических веществ, а так же проявлений авитаминозов. Изолированные органы этих животных применяются в фармакологических исследованиях.

Кролики в связи с особенностями протекания у них овуляторного цикла и высокой скоростью размножения удобны для выявления воздействия токсических веществ на репродуктивные функции.

Лабораторные крысы (альбиносы черной и серой крыс) являются наиболее распространенным видом экспериментальных животных для разработки моделей последствий острых и хронических интоксикации. В настоящее время выведено более 100 отдельных аутобредных стоков и инбредных линий лабораторных крыс. Наиболее часто при токсикологических исследованиях используются крысы стоков Wistar, Bio Breeding Sprague-Dawley, C57BL, CFI, C3H и др. Отдельно выделяют конвенциональных (беспородных) животных, микрофлора которых полностью или частично неизвестна.

Удобство использования крыс для исследования токсических эффектов химических и биологических препаратов объясняется простотой их содержания, возможностью размещения на сравнительно небольшой территории достаточного количества животных, небольшим весом, устойчивостью к инфекционным заболеваниям, большим приплодом, который они дают. Крыс легко фиксировать рукой; постоянная заполненность желудка пищей при обычном режиме питания позволяет вводить им интрагастрально достаточные дозы токсических агентов, не вызывая катаральных изменений слизистой. Предпочтение в токсикологических исследованиях отдается самцам, так как они не имеют гормональных колебаний, способных оказывать влияние на мембранотропное действие ядов; целесообразнее использование молодых животных, поскольку у них меньше толерантность к различным токсическим веществам.

Наиболее часто при проведении токсикологических экспериментов используются куры, утки, гуси, индейки. Отдельно выделяют птиц - свободных от специфических патогенных микроорганизмов (specific pathogen free - SPF).

Птицы являются удобной моделью для проведения исследований влияния химических веществ на метаболические процессы, поскольку они протекают более интенсивно и быстрее, чем у других животных. Однако, при проведении исследований необходимо учитывать некоторые анатомо-физиологические особенности строения организма птиц. Так, например, у последних нет потовых и сальных желез, а так же мочевого пузыря, что имеет существенное значение для определения клиренса выведения токсических агентов и их метаболитов. Состав крови и мочи птиц существенно отличается от соответствующих физиологических показателей других животных. В отличие от млекопитающих птицы имеют особенности в строении желудочно-кишечного тракта, у них по-другому протекают процессы переваривания корма. В исследованиях на птицах удовлетворительным критерием является изменение массы тела.

При исследовании влияния токсических веществ на поведенческую активность необходимо учитывать, что реактивность птиц зависит от принадлежности их к яйценоской или мясной направленности, а также от степени их продуктивности.

При недостаточном освещении птицы не подходят к кормушкам и поилкам, поэтому, если по условиям эксперимента необходимо повысить потребление корма или жидкости, которые содержат токсическое вещество, используется искусственное освещение. Содержать птиц при проведении эксперимента рекомендуется группами, поскольку в этом случае они достигают большей массы и более резистентны к инфекциям.

2.3. Крупные млекопитающие.

Проведение токсикологических исследований на крупных млекопитающих (собаках, кошках, обезьянах) обусловлено наибольшей схожестью строения и функционирования их внутренних органов и систем, а также метаболических процессов с таковыми у человека.

Обезьяны, несмотря на сложность их содержания, используются в токсикологической практике при изучении влияния химических веществ на функции центральной нервной системы.

Кошки, как объект исследования чаще всего применяются в острых токсикологических экспериментах. Кроме того, их изолированные органы задействуют в целях выявления физиологических изменений при действии химических веществ.

Одним из часто используемых в клинической токсикологии крупных млекопитающих животных являются собаки. Для проведения токсикологических экспериментов наиболее пригодными считаются беспородные короткошерстные собаки со средней массой тела 10-15 кг, поскольку чистопородные и линейные животные более прихотливы в содержании и гораздо нестойки в хронических опытах. Оптимальный возраст животных 1,5-5 лет. Известно, что основные морфофункциональные изменения у собак при проведении токсикологических исследований во многом соответствуют таковым у человека.

В условиях проведения эксперимента необходимо учитывать, что собаки являются стайными животными с развитой иерархической системой, половыми и индивидуальными различиями темперамента, поэтому рекомендуется одиночное размещение собак в отдельных боксах. Собаки достаточно легко обучаются, что можно использовать при проведении некоторых процедур, ограничивая применение средств фиксации.

Кормление животных осуществляется согласно разработанным рационам и с учетом задач эксперимента. Однако, необходимо помнить, что желудочно-кишечный тракт собак не приспособлен к перевариванию большого количества растительной пищи.

3. ОСТРЫЕ, ПОДОСТРЫЕ И ХРОНИЧЕСКИЕ ЭКСПЕРИМЕНТЫ В ТОКСИКОЛОГИИ

Выбор продолжительности эксперимента при изучении токсических свойств изучаемых веществ определяется целями исследования (таблица 1).

Острый токсикологический эксперимент используется для моделирования острой токсичности вещества, проявляющейся после его однократного или повторного введения через короткие (не более 6 часов) интервалы в течение суток. Целями изучения острой токсичности являются определение безвредных, токсических, летальных доз вещества, его способности к кумуляции, а также причин гибели животных.

Подострый эксперимент проводится для определения допустимых условий воздействия, оптимальных суточных доз, для выбора доз в хроническом эксперименте.

Исследование токсических свойств веществ в субхроническом и хроническом экспериментах осуществляется с целью установления степени их повреждающего действия при длительном введении, определения уровня обратимости вызываемых ими повреждений, а так же выявления наиболее чувствительных к токсическому действию органов и систем организма.

Таблица 1 Продолжительность и цели токсикологического эксперимента
Характер эксперимента	Продолжительность	Цели эксперимента
	Однократное введение;	Определение смертельных доз, среднего времени гибели, порога острого действия химических веществ
Подострый	2-8 недель	Определение кумуляции, аллергического действия, влияния на репродуктивную функцию химических веществ
Субхронический	13-18 недель	Определение пороговой дозы общетоксического действия при установлении ПДК веществ в воздухе
Хронический	6-12 месяцев	Определение пороговой дозы общетоксического действия при установлении ПДК веществ в воде и пище
Пожизненный	от 1 года и более	Определение пороговой дозы общетоксического действия химических веществ

4. СПОСОБЫ ВВЕДЕНИЯ ТОКСИЧЕСКИХ ВЕЩЕСТВ

Для формирования характерных токсически обусловленных патологических изменений у животных используются добровольные, полудобровольные и принудительные способы введения токсических веществ.

На добровольный выбор животными потребляемых жидкостей или сухих кормов влияют индивидуальная чувствительность, скорость метаболизма вещества, порода, возраст, условия содержания, наличие дополнительных стрессорных факторов, концентрация раствора, наличие пищевых добавок и т.д. Данный способ не может обеспечить достаточно высоких и стабильных доз поступления токсических веществ в организм, поэтому более эффективными являются модели полудобровольного и принудительного введения.

При полудобровольном способе животные имеют возможность самостоятельно регулировать количество потребляемого вещества. К ним, в частности, относится методика предоставления раствора исследуемого вещества в качестве единственного источника жидкости.

Способы принудительного введения позволяют обеспечить массивную токсическую нагрузку, что обусловливает высокую концентрацию агента в крови и приводит к быстрому развитию патологических изменений.

При изучении токсически обусловленной патологии особое значение придается способам, характеризующимся моделированием тех концентраций токсических веществ, которые встречаются в реальных условиях. Этим параметрам, например, соответствует способ интрагастрального введения этанола, при котором средние дозы спирта, получаемые животными на протяжении эксперимента, составляют, обычно, 4-10 г/кг в сутки.

Ингаляционный метод введения веществ позволяет создавать практически любые токсические нагрузки. В то же время, принудительная продувка токсических веществ через затравочную камеру требует значительного расхода химических ингредиентов, а постоянную их концентрацию создать, практически, невозможно. Существующий способ разлива химического вещества в камере, где находятся животные, более пригоден для моделирования острых отравлений, однако, при данном способе невозможен количественный токсикологический контроль в условиях работы с несколькими веществами одновременно.

Наиболее рациональным при использовании способа ингаляционного введения, является тот, при котором для принудительной продувки через затравочную камеру используется только чистый воздух. Исследуемые вещества при этом расположены внутри камеры в небольших сосудах, площадь открытого участка которых подбирается расчетным образом. Заменяя сосуды на более узкие или широкие, можно варьировать скорость испарения химических соединений, количество которых берется с таким учетом, чтобы по окончанию затравки какое-то содержимое их осталось в сосудах. Данный способ прост в применении, обладает высокой чувствительностью, позволяет точно создавать постоянную концентрацию, значительно экономить используемые химические вещества.

Выбор концентраций и доз химического соединения решается с учетом целей эксперимента и физиологических особенностей подопытных животных. Необходимо помнить, что количество вводимых растворов ограничивается рамками физиологических возможностей, массой и возрастом животных. Так, максимальные объемы введения у крыс составляют интраназально до 0,4 мл, ректально – 1 мл, внутрикожно – 0,04 мл, подкожно – 10 мл, внутримышечно и внутрибрюшинно – до 5 мл, внутривенно – 6 мл, внутрисердечно – 1 мл, субокципитально – 0,15 мл, интрагастрально при весе тела 100-190 г – 3 мл, 200-290 г – 4-5 мл, 250-300 г – 6 мл, 300 г и более – 8 мл. Максимальные объемы веществ у собак составляют при интраназальном введении – 4 мл, подкожном – 20 мл, внутримышечном – 12 мл, внутрибрюшинном – 20 мл.

В то же время, введение веществ животным производится с учетом особенностей их анатомии, а так же формы исследуемого вещества. Например, порошкообразные - вводятся крысам перорально, путем приготовления пилюль из данного вещества и муки, хлеба или его добавления к воде или корму.

Введение растворов веществ осуществляется перорально с помощью резинового или металлического зонда, интраназально с помощью мочевого катетера, ректально. Кожное введение подразумевает предварительное удаление волосяного покрова, выполнение насечек, после чего наносят исследуемое вещество. Внутрикожные инъекции осуществляют в задней части спины или на животе, предварительно так же удалив волосяной покров. Подкожные инъекции делают на шее, спине или животе. Внутримышечно вещества вводят в заднебедренные мышцы. Внутрибрюшинные инъекции выполняют в левый нижний квадрант брюшной полости. Внутривенно вещества вводят в хвостовую вену или в дорсальную вену полового члена. Введение веществ также возможно непосредственно в сердце, либо субокципитально предварительно анестезированной крысы.

Введение токсических веществ птицам осуществляется интрагастрально при помощи зонда, внутривенно в локтевую или плечевую вену крыла, внутрибрюшинно в правый нижний квадрант брюшной полости, подкожно через кожу на животе или внутримышечно через четырехглавую мышцу бедра.

Введение исследуемых веществ собакам выполняется путем их подмешивания к корму, питьевой воде, либо принудительно, когда вещество в виде таблетки кладется на спинку языка животного. Жидкие вещества, а так же растворы вводят при помощи ложки или спринцовки, однако более удобно использовать желудочный зонд. Кроме того, введение жидких веществ возможно интраназально с помощью катетера, ректально, подкожно в области спины, бедра или затылка, внутрикожно, накожно, внутримышечно – в мышцы бедра, внутривенно – в вены голени, стопы, предплечья, внутрибрюшинно. Существуют способы субокципитального, внутримозгового и внутрисердечного введения веществ, однако, их выполнение сопряжено с техническими трудностями и подвергает повышенной угрозе жизнь животного.

Для снижения трудностей, возникающих при экспериментальном изучении токсических свойств веществ, проявляющихся в необъективности подбора доз, их вариабельности, используется метод экспериментального изучения токсичности малотоксичных соединений, путем введения доз, соответствующих максимально возможному разведению химических соединений в известных максимально вводимых объемах, .позволяет быстро подобрать максимальную вводимую дозу на кг (г) веса животного, подтвердить или опровергнуть низкую токсичность изучаемых веществ, сравнить результаты различных исследователей между собой.

5. МОДЕЛИРОВАНИЕ ОСТРОЙ И ХРОНИЧЕСКОЙ АЛКОГОЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ

Социологические исследования, проведенные в последние десятилетия, показывают стабильно высокий уровень распространенности как злоупотребления алкоголем, так и алкоголизма и его осложнений среди различных групп населения. В то же время, при проведении эпидемиологических исследований влияние множества социальных факторов не позволяет до конца выявить искомые зависимости течения различных проявлений алкоголизма. Поэтому одним из способов исследования алкогольобусловленной патологии в клинической наркологии является моделирование проявлений острой и хронической алкогольной интоксикации на лабораторных животных.

При моделировании острой алкогольной интоксикации используются максимально переносимые дозы этанола. В этом случае исследуются патологические изменения, сопровождающие развитие острого отравления вплоть до коматозного состояния.

Моделирование хронической алкогольной интоксикации позволяет получить характерные патологические изменения, сравнимые с таковыми у человека при длительном злоупотреблении алкоголем. При применении методик с длительным введением алкоголя необходимо учитывать возрастной фактор, так как скорость элиминации этанола из организма с постарением животных замедляется.

Средние дозы этилового спирта, получаемые животными на протяжении хронического эксперимента, зависят от его задач и составляют, например, для крыс - от 4-10 г на кг веса в сутки, но иногда используются и максимально переносимые дозы – до 15 – 20 г/кг. Наиболее адекватной для моделирования характерных проявлений алкогольной висцеропатологии на крысах, являются дозы в пределах 7 г/кг/сут. 40% этанола, соответствующие, в частности, ? DL50, что обусловливает в процессе хронической интоксикации достаточно быстрое развитие типичных алкогольных поражений внутренних органов, но не сопровождается массовой гибелью животных. Продолжительность хронического эксперимента колеблется от 5 суток до 4 лет также в зависимости от целей исследования.

6. МОДЕЛИРОВАНИЕ КОМБИНИРОВАННОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ ХРОНИЧЕСКОЙ АЛКОГОЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ И АЛИМЕНТАРНОЙ НЕДОСТАТОЧНОСТИ

Ряд клинических синдромов алкоголизма связывается с нарушением питания (в частности, обмена витаминов и белков) и изменением нутриентного статуса организма. Это обусловлено тем, что продолжительная алкогольная интоксикация в ряде случаев сопровождается недостаточностью питания, нарушением всасывания и метаболизма незаменимых факторов питания.

Ввиду того, что этанол, помимо высокой калорийности, не представляет пищевой ценности, при систематическом употреблении алкогольных напитков структура пищевого рациона претерпевает резкий дисбаланс, при этом часто наблюдается алиментарный дефицит, подобный дефициту при голодании. Нарушение обмена белков и общая белковая недостаточность при хронической алкогольной интоксикации достаточно обоснованно расцениваются как одни из типичных для рассматриваемой патологии проявлений. Недостаток отдельных факторов белкового питания может вызвать существенные нарушения обмена витаминов, что, в свою очередь, приводит к ухудшению функциональной активности внутренних органов. Поскольку некоторые из витаминов оказывают избирательное действие на отдельные их функции, хроническая алкоголизация еще более углубляет эти нарушения. Кроме того, при одновременном дефиците витаминов и белка морфофункциональные параметры могут отличаться от соответствующих характеристик изолированных форм алиментарной недостаточности.

На основании вышеизложенных данных, нами предложена модель комплексного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности - витаминов группы В, играющих важную роль при алкогольобусловленной патологии, и белка.

Алгоритм создания модели.

Алгоритм создания экспериментальной модели хронической алкогольной интоксикации на фоне алиментарного дисбаланса включает следующие компоненты:

1.Выбор лабораторных животных и условий их содержания

2. Выбор экспериментальных диет, необходимых дозировок этанола, способа его введения и продолжительности эксперимента

3.Оценка степени тяжести токсического воздействия.

Выбор лабораторных животных и условий их содержания

В качестве подопытных животных при моделировании длительной алкоголизации на фоне алиментарного дисбаланса при прочих равных условиях предпочтительнее использовать крыс. Выбор данного вида лабораторных животных обусловлен сравнимостью алкогольобусловленных изменений у крыс с таковыми у человека, морфофизиологическими особенностями этих животных (отсутствием отвращения к этанолу и рвотного рефлекса на его действие, постоянной заполненностью желудка пищей), простотой содержания и легкостью выполнения с ними различных процедур (фиксации, введения растворов веществ с помощью зонда и т. д.).

Животные должны содержаться в стандартных условиях вивария, иметь свободный доступ к пище и воде. Учитывая возможность поступления витаминов при копрофагии, крыс содержат в клетках с дном из крупноячеистой сетки.

Выбор экспериментальных диет, необходимых дозировок этанола, способа его введения и продолжительности эксперимента

Для наиболее полного изучения комплексного воздействия недостаточности витаминов группы В и белка животных рекомендуется разделить на четыре рабочие группы, получающие:

I – сниженное содержание витаминов группы В

II – сниженное содержание белка

III – сниженное содержание белка и витаминов группы В

IV – контрольная – содержится на обычном рационе вивария.

Например, рацион, практически исключающий содержание витамина В6 содержит 18-20% казеина, очищенного от витаминов, 73-71% сахарозы, 4% солевой смеси, 3% подсолнечного масла с 0,2% рыбьего жира.

При проведении эксперимента, в цели которого входит моделирование недостаточности определенных витаминов, следует максимально точно обеспечивать покрытие потребностей животных в других витаминах (таблица 2).

Таблица 2 Суточные дозы витаминов, покрывающие основные потребности крыс (по Ю.М. Островскому, 1979).
	Суточная доза, мкг
Пантотенат
Пиридоксин
Витамин С
Токоферол

В связи с изменением массы тела животных рационы необходимо корректировать в соответствии с приказом МЗ РСФСР №1179 от 10. 10. 1983 «Об утверждении нормативов затрат кормов для лабораторных животных в учреждениях здравоохранения».

Моделирование недостаточности в рационе белка осуществляется путем содержания лабораторных животных на специализированных диетах, составленных по методике А.А. Покровского с соавт. (1974).

Наиболее приемлемой в условиях хронического эксперимента на крысах является экспериментальный рацион, содержание белка в котором в 4,6 раза меньше, чем при стандартном кормлении (таблица 3).

Таблица 3 Суточный рацион крыс с пониженным содержанием белка (по А.А. Покровскому, 1974)
Ингредиенты		% по калорийности
Казеин пищевой
Смесь лярда и подсолнечного масла 1:1
Крахмал маисовый

Для достижения равной калорийности между стандартным и экспериментальным рационами к последнему добавляют расчетное количество крахмала.

В каждой группе животные разделяются не менее чем на две подгруппы:

Получающие ежедневно 40 % раствор этанола через металлический желудочный зонд (из расчета 7,0 г/кг веса) .

Получающие эквиобъемное количество дистиллированной воды.

Введение раствора этанола и дистиллированной воды производится ежедневно в утренние часы до кормления.

Для изучения алкогольобусловленной патологии у крыс продолжительность эксперимента составляет от 4 до 6 недель.

Оценка степени тяжести токсического воздействия

Для адекватной оценки токсического действия химических веществ необходимо регулярное наблюдение за животными, во время которого отмечаются потребление корма и воды, изменение внешних признаков (волосяного покрова, видимых слизистых), особенности поведения. Не реже 1 раза в неделю для изучения динамики изменений производится взвешивание, исследуется функциональное состояние внутренних органов и систем, биохимические и морфологические изменения крови. Методы для оценки состояния органов и систем выбираются с учетом целей эксперимента, однако они должны быть современными и достаточно чувствительными. При проведении исследования необходимо стремиться к использованию максимально полного набора физиологических, патоморфологических, гематологических и биохимических тестов, как для интегральной оценки состояния, так и для определения степени нарушения отдельных органов и систем.

Степень выраженности патологических изменений, регистрируемых у животных, подвергающихся длительной алкогольной интоксикации на фоне алиментарного дисбаланса, определяется с помощью анализа интегральных, биохимических, гематологических и оценки патоморфологической картины. Для проведения функциональной диагностики состояния внутренних органов используются инструментальные методы – ЭЭГ, ЭКГ.

Интегральные показатели:

*изменение внешних признаков – производится 1 раз в 3 суток, перед очередным введением этанола или дистиллированной воды, путем бальной оценки изменения окраса шерсти и волосяного покрова по следующей схеме (таблица 4):

Таблица 4 Шкала изменений внешних признаков крыс
	Баллы или символы	Описание изменения
		Выпадение шерсти
		Загрязненный
		Не загрязненный

*изменение степени активности - оценивается в баллах 1 раз в 3 суток до этанольной затравки или водной нагрузки по следующей схеме (таблица 5)

*изменение массы тела животных - регистрируется путем взвешивания через каждые 7 суток эксперимента до закладки корма и этанольной затравки

*объем суточного потребления пищи и воды; экскреция веществ.

Шкала изменения активности крыс в токсикологическом эксперименте

Баллы, символы /+/	Степень активности	Описание активности
		Погибшее животное
	Кома (отсутствие активности)	Боковое положение; обездвиженность; отсутствие активных движений; мышцы расслаблены; дыхание прерывисто; реакции на болевые и тактильные раздражители, в том числе и голосовые, практически отсутствуют.
	Слабая (минимальная)	В основном – боковое положение; непроизвольные слабые активные движения; мышцы расслаблены; вялая реакция на болевые и тактильные раздражители, голосовая – слабая.
	Пассивная	Животное заторможено, активно по клетке не передвигается, но при подталкивании перемещается на несколько шагов. Положение естественное – на четырех лапах; ощущается тонус мышц. «Избегательная» защитная реакция на раздражители, голосовая реакция слабая.
	Замедленная (субнормальная)	Положение – на четырех лапах, медленные активные движения – повороты туловища и небольшие передвижения по клетке, редкие глотательные движения. Реакция на болевые и тактильные раздражители – голосовая и «избегательно-оборонительная» с попытками укусов. При фиксировании рукой за кожу в области спины - изворачивается с «уходом» от экспериментатора.
	Нормальная	Интактная крыса. Подвижна; активные движения - перемещение и «изыскание лучшего места в группе»; «настороженно-ожидательная» поза при незначительных болевых и тактильных раздражителях с избеганием, резкой голосовой и активно-оборонительными реакциями, царапающими и кусательными движениями. Хороший аппетит; частые «моющие» движения лапками.

Биохимические и гематологические показатели.

Исследуются изменения основных биохимических показателей крови и совокупности гематологических параметров, подвергающихся наибольшему влиянию хронической алкогольной интоксикации (таблица 6).

Таблица 6 Биохимические и гематологические показатели крыс в токсикологическом эксперименте
Объект исследования	Исследуемые показатели
Сыворотка крови	аспартатаминотрансфераза, аланинаминотрансфераза, креатининфосфокиназа, гамма-глутамилтрансфераза общий белок, белковые фракции креатинин мочевина
Форменные элементы крови	количество эритроцитов гематокритная величина цветной показатель количество ретикулоцитов средняя продолжительность жизни эритроцитов лейкоцитарная формула

Подготовка гистологического материала.

Гистологическому исследованию подвергаются основные «органы – мишени» хронической алкогольной интоксикации – сердце, печень, почки, головной мозг. Необходимо помнить, что качество анализа во многом зависит от подготовки материала, в частности, фиксации исследуемых объектов. Рекомендуется использование для фиксации 10 % раствора формалина или раствор Буэна. При этом предпочтение отдается раствору Буэна, поскольку в данном случае значительно лучше выявляются изменения микроструктуры органов, свойственные длительной алкогольной интоксикации, а именно:

1) в печени – четче прослеживается структурированность цитоплазмы (вакуолизация, «булыжность» - неоднородность прокрашивания цитоплазмы клеток внутри долек), особенности изменения кровенаполнения центральных вен гемокапилляров;

2) в почках – в морфологии эпителиальной выстилки канальцев отчетливее отражаются неоднородности цитоплазматических структур с особенно частым поражением апикальных частей;

3) в легких – в соединительно-тканных межальвеолярных перегородках значительно резче выявляются гипертрофированные, со светлой цитоплазмой клетки, часть которых становится полиплоидными. Чаще отмечаются изменения со стороны альвеолярного эпителия, клетки которого слущиваются в просвет альвеол;

4) в селезенке – лучше проявляется структура ретикулярных клеток, синусов красной пульпы, где отмечается большее разрушение эритроцитов.

Таким образом, применение модели алкогольобусловленной патологии на фоне алиментарного дисбаланса предполагает изучение в экспериментальных условиях наиболее широкого круга изменений внутренних органов и систем, сравнимых с таковыми у человека при злоупотреблении алкоголем. Система оценки основных интегральных, биохимических, гематологических показателей и особенностей патоморфологической картины позволяет на протяжении всего периода исследования контролировать характер и степень патологических изменений.

ЛИТЕРАТУРА

1. Берзиня Н.И. Птицы в эксперименте // Лабораторные животные. – 1995. – V. - №2. – С.99-113.

2. Регламентация экспериментов на животных – этика, законодательства, альтернативы. / Под ред. Н. А. Горбуновой. – М., 1998.

5. Мяленкова И.Ю. Лабораторная собака // Лабораторные животные. – 1994. – IV. - №4. – С.234-246

6. Нужный В.П. Методологические аспекты оценки токсичности спиртосодержащих жидкостей и алкогольных напитков // Токсикологический вестник. – 1999. - №4. – С2-10.

7. Островский Ю.М. Экспериментальная витаминология. – Минск, 1979. – 450с.

8. Покровский А.А. с соавт., О соотношении между содержанием свободных аминокислот в тканях и плазме крови при белковой недостаточности в эксперимента // Вопросы питания – 1974. - №1. – С.8-15.

9. Требования Международного комитета по науке по использованию в экспериментальных исследованиях лабораторных животных // Бюллетень ИКЛАС. – 1978. - № 24. – С. 4-5.

10. Штефель В.О. О сроках воздействия при моделировании интоксикаций в токсиколого-гигиенических исследования // Гигиена и санитария. – 1996. - №8. – С.70-72.

11. Sos J et al., Diets for animals experiments. – Budapest,1974.

Большинство видов лабораторных животных адаптируются на­столько хорошо, что живут и размножаются в самых неблагопри­ятных условиях. Мыши, например, могут переносить все - от тро­пических условий до температуры ниже нуля. Они размножаются даже в холодильниках, в которых хранят запасы замороженного мя­са. Но при какой-то температуре в пределах этого диапазона мыши чувствуют себя лучше всего, именно при этой температуре с не­большими колебаниями в обе стороны их следует содержать.

Свобода передвижения животных в помещении ограничена. Они проводят жизнь в клетках, т.е. в условиях микроклимата внутри клетки. Следовательно, в основу проектирования помещения для животных необходимо положить принцип создания таких ок­ружающих условий, которые обеспечивали бы необходимый мик­роклимат для животных и такие размеры и формы комнат, которые были бы удобны для обслуживающего персонала.

В вивариях и питомниках должны быть так же служебные по­мещения, необходимые в работе по уходу за животными. Практика показывает, что примерно половина общей площади помещения может быть отведена для размещения животных, а другая половина -под комнату для ведения всевозможных записей и т.д.

В небольших вивариях или питомниках указанные соотношения смещаются в сторону преобладания подсобных помещений. К со­кращению полезной площади приводит, также, необходимость соз­дания в них максимальных гигиенических условий, связанных с изо­ляцией животных, стерилизацией поступающих извне материалов и т.д.

Виварий (лат. Vivarium- заповедник для дичи, зверинец) - по­мещение для содержания и разведения лабораторных животных, ис­пользуемых для научных целей и в практике органов ветеринарии и здравоохранения. Виварии бывают весьма различные как по виду, так и по количеству находящихся в них животных, что определяется особенностями научных исследований. Виварии могут быть исполь­зованы не только для содержания, но и для увеличения поголовья лабораторных животных.

Разведение животных в вивариях практикуется обычно в тех случаях, когда для эксперимента необходимо иметь животных оп­ределенного вида, величины, массы, пола и возраста или выращен­ных в специальных условиях кормления, освещения и т.д. Кроме то­го, наличие в вивариях собственного питомника значительно об­легчит проблему бесперебойного снабжения лаборатории необхо­димым количеством мелких животных. В них могут проводиться не­которые научные исследования, например, по выяснению результа­тов длительного влияния различных пищевых рационов и др.

В лабораторной практике разделяют два понятия: виварий - по­мещение для содержания в надлежащих условиях животных, на­ходящиеся в состоянии опыта, и питомник - помещение для раз­множения и содержания животных до использования их. Беспере­бойное снабжение лаборатории животными возможно только при организации крупных питомников, руководимых квалифицирован­ными специалистами и находящихся под жестким ветеринарно-са-нитарным контролем.

Устройство виварий определяется в первую очередь видовым составом животных, в связи с чем различают виварии специализи­рованные (псарни, обезьянники и т.д.) и общего или комплексного типа, обеспечивающие содержание различных животных - собак, кошек, кроликов, морских свинок, белых крыс, мышей. Виварий

также могут включать аквариумы для пресноводных и морских жи­вотных, террариумы для амфибий и рептилий, вольеры и клетки для птиц и другие приспособленные помещения для разных видов мле­копитающих.

Различают помещения зимние и летние, постоянные и вре­менные (так называемые выгулы). В каждом виварий обязательно должно быть карантинное помещение для вновь поступивших и изо­лятор для заболевших животных (при работе с искусственно за­раженными животными всегда предусматривается постройка спе­циально устроенных изоляторов). Для ухода за животными после сложных операций в современных вивариях устраивают, так назы­ваемые клиники, где животным создают особенно благоприятные ус­ловия и где они находятся под постоянным наблюдением.

Клинические помещения могут также использоваться для дли­тельного содержания животных, требующих специального ухода. В случае необходимости при устройстве клиник предусматриваются как общие, так и одиночные палаты. Обязательно должны быть спе­циально оборудованные помещения, позволяющие проводить сан­обработку, как вновь поступивших животных, так и назначенных на операцию или используемых в длительных экспериментах, требую­щих соблюдения определенных санитарно-гигиенических условий (условно-рефлекторные опыты и др.).

В ряде случаев совершенно необходимо иметь в виварии спе­циально оборудованную дезинфекционную камеру, позволяющую быстро обрабатывать зараженные клетки, спецодежду сотрудников и подсобный инвентарь. Должно быть предусмотрено помещение для вскрытия павших животных и хранения трупов. Виварий обо­рудуются кухней с раздаточной, мойкой и складскими помещениями для хранения продуктов и запасного инвентаря (рис.87).

Необходимо уделять большое внимание вентиляции виварий. Обычные методы вентиляции простым отсасыванием воздуха из по­мещения для животных, как правило, оказываются недостаточными. Для удаления газообразных продуктов распада выделений живот­ных, устраивают приточно-вытяжную вентиляцию. Помещения ви­варий должны иметь водоустойчивый, например, каменный или це­ментный пол со сточными канавами и надежными трапами, что по-

(волит быстро производить уборку струей воды из гибкого шланга, подключенного к водопроводу. Чтобы можно было обмывать и де­зинфицировать стены, их облицовывают кафельной плиткой.

Следует отдать предпочтение относительно небольшим по­мещениям для животных. В них меньше шума, который беспокоит животных, их легче вентилировать и поддерживать в них чистоту, наконец, они представляют меньшую опасность в инфекционном отношении. По форме помещения для животных должны быть ско­рее удлиненными, а не квадратными, чем достигается более эко­номное использование пространства (рис.87).

Впрочем, в некоторых случаях более удобны квадратные поме­щения, при этом в центре комнаты остается достаточно места для работы. Так, например, в комнате размером 2,5x5,0 м с одной или двумя дверями, стеллажи с клетками удобно разместить вдоль длин­ных стен. Возможно также размещение стеллажей в центре комнаты с доступом к ним с двух сторон, однако, такое расположение стел­лажей менее экономично.

^ 0

Рис. 87. План вивария для лабораторных животных. Чистые служебные помещения: I - прихожая, туалет, душевые; 2 - контора; 3- кормокухня с недельным запасом кормов; 4 - стерилизационная; 5 - склад подстилочных материалов; 6 - склад клеток; 7- чистый коридор. Помещения для животных: 8 - подопытные животные; 9 - разведения животных: а - стел­лажи. Грязные служебные помещения: 10 - грязный коридор; 11-моечная; 12 - трупо- и мусоросжигалка.

Практика показывает, что в виварий должно быть четыре изол рованные секций. Первая секция предназначается для животны еще не взятых в опыты. Это секция для размножения животных возможно, для поступающих из вне (карантин), ее удобно называ секцией здоровых животных. Вторая - предназначается для по опытных животных. Сюда поступают животные из первой секции остаются здесь на все время опыта. Они не должны возвращаться в секцию здоровых животных. Эту секцию можно назвать секцией подопытных животных. В третьей секции хранятся корма, чистая подстилка, чистые и запасные клетки и другой инвентарь. Четвер­тая - предназначается для чистки клеток, грязной подстилки, тру­пов павших животных и т.д. Чистые клетки и другие предметы обо­рудования возвращаются на склад, откуда их доставляют для ис­пользования в ту или другую секцию для животных.

Большое внимание следует удалять сообщению-связи между на­званными секциями. В идеальном случае чистый и грязный пути циркуляции животных, кормов и инвентаря нигде не должны пере­секаться. В помещении для животных целесообразно устраивать две двери, одну из них для доставки чистых клеток, кормов и т.д., дру­гую для удаления грязных клеток. Таким образом, поток кормов и инвентаря все время идет в одном направлении от чистого к гряз­ному. Клетки и другие предметы оборудования после использования и чистки возвращаются в чистые секции лишь после стерилизации. Если устройство отдельных чистых и грязных переходов оказывает­ся невозможным, тогда одним и тем же переходом можно пользо­ваться с разной целью в разное время дня. Например, для движения грязных материалов - по утрам, а для чистых - во второй половине дня, после тщательного мытья и дезинфекции.

Наиболее удобная для работы удлиненная форма комнат для животных с пристеночным (а) и центральным (б) размещением стел­лажей (В) для клеток и водопроводной раковины (Г). Пристеночное размещение стеллажей, помимо удобства для работы, экономичнее центрального (рис.88).

Рис. 88. Схема размещения стеллажей в комнатах: а-пристеночное; б-центральное; В-клетки; Г-водопроводная раковина.

До сих пор обсуждение касалось помещений для животных в самой общей форме, без относительно того, предназначаются ли они для мышей, морских свинок, крыс или других животных. За немно­гими исключениями, все такие помещения должны быть пригодны для всех видов лабораторных животных. Дорогостоящий и благоус­троенный питомник или виварий не строится на 1-2 года, а виды жи­вотных, которые в нем содержатся, в разные годы могут быть раз­ными. В помещении, которое в этом году используется для мышей, в будущем году могут находиться кролики, и такая перемена должна происходить без серьезной перепланировки.

Немаловажное значение для токсикологического эксперимента имеют условия содержания подопытных животных. Содержание животных в условиях, вызывающих у них стресс (одиночное со­держание в пенале, грубая фиксация в нефизиологическом положении), приводит к увеличению токсичности. Изменения в пита­нии также сказываются на показателях токсичности.

Для экспериментальных исследований в токсикологических лабораториях используют крыс линии Вистар или белых беспо­родных крыс, которые являются альбиносами черной (Rattus rattus) и серой (пасюк - Rattus norvegicus) крыс, а также белых мы­шей, которые являются альбиносами домовой мыши (Mus musculus). И крысы, и мыши принадлежат к одному и тому же от­ряду грызунов (Rodentia), семейству мышиных (Muridae).

Важное преимущество белых крыс как лабораторных животных заключается в том, что они довольно устойчивы к инфекционным заболеваниям и дают большой приплод.

Белых крыс содержат в помещениях с хорошей вентиляцией, достаточным освещением и равномерной температурой - 20- 22 *С. Лабораторные крысы плохо переносят холод. Влажность воздуха в помещениях не должна превышать 40-45 %.

В качестве подстилки для животных используют крупные опилки, измельченный торф или сечку из соломы или бумаги, тряпки. В клетках поддерживают надлежащую чистоту. Они долж­ны быть всегда сухими, чистыми, хорошо вентилируемыми. Не допускают скопления в них мочи и фекалий.

Кроме ежедневной уборки клетки I -2 раза в месяц тщательно моют и дезинфицируют. Дезинфицировать клетки лучше всего крутым кипятком, горячим 5-10%-м раствором едкой щелочи или такими противомикробными средствами, как хлорная из­весть, креолин, сулема, формалин и др.

Крысы - всеядные животные, поэтому нельзя ограничивать их рацион только растительной пищей. Крысы, не получающие в не­обходимых количествах продукты животного происхождения (мо­локо, мясо, мясокостную муку), минеральные вещества и витами­ны, перестают расти.

Суточная потребность взрослой крысы в кормах составляет в среднем 30-32 г, из них 25 г смешанного корма и 5-7 г овощей.

Кормят крыс обычно 2 раза в сутки. Ввиду того что крысы ночные животные и едят в темное время суток, основную часть корма следует давать вечером, примерно к 20 ч. Не рекомендуется резко менять пищевой режим, к новой пище крыс нужно приучать постепенно. Вода для питья должна быть чистой и свежей, реко­мендуется пользоваться кипяченой водой. Заменять воду молоком также надо постепенно, в противном случае животные отказыва­ются от еды и заболевают.

что мыши более чувствительны к нарушениям температурного ре жима, смене корма и инфекционным заболеваниям (в частности сальмонеллезу). У мышей в гораздо большей степени, чем у крыс проявляется «социальная» иерархия в группе - борьба за лидер­ство, вследствие чего не рекомендуется изменять состав мышей Е клетках.

Суточная потребность взрослой мыши в кормах составляет Е среднем 9,5-10 г смешанного корма и 1-2 г овощей.

2019-01-10T13:50:20+03:00

Кроликов, крыс, собак, кошек используют в экспериментах научно-исследовательских институтов и других организаций на протяжении десятилетий. Они живут в вивариях – специальные помещениях для содержания лабораторных животных. К этим помещениям и уходу за самими животными предъявляют особые требования – ведь для сохранения идеального здоровья животных зачастую и зависит чистота эксперимента.

Правила содержания лабораторных животных зависят от особенностей вида и подвида животного, в ряде случаев – его породы, размера, физиологических особенностях (если речь идет о собаках). Их обеспечивают всем необходимым: пространством, солнечным светом, свежим воздухом, кормом и водой. Особые (общие для всех животных) требования предъявляют к помещению, где они будут находиться – виварию.

Виварий должен находиться в сухом месте, на возвышенности. Низины, подвалы и другие помещения, изначально неприспособленные к содержанию животных, использовать нельзя.

Рядом с виварием должен находиться земельный участок, защищенный от ветра. Для этого по периметру строят глухой забор. У входа в здание строят вольеры или ставят клетки. При необходимости над ними устанавливают навес.

Сам виварий делят на две части. В первой размещают самих животных. Во второй располагают подсобные помещения.

Как размещают животных?

За пределами здания можно держать кроликов и собак. Первых помещают в клетки, вторых – в вольеры на придомовой территории.

Основную часть здания делят на помещения, в каждом из которых могут содержать только один вид животных. Например, одну комнату обустраивают для собак, вторую – для обезьян, третью – для кошек. Грызунов (больших белых крыс, хомяков, морских свинок) разных видов можно держать в одном помещении – ввиду их размера.

Зачем нужны подсобные помещения?

• Кухня и кладовая . В кладовой держат корма, а в кухне, которая находится рядом, готовят.
• Комната для персонала . Здесь сотрудники вивария переодеваются, оставляют повседневные вещи и хранят спецодежду и спецобувь. К комнате должен примыкать душ.
• Карантин . Это первое помещение, куда помещают животное, когда его только привезли в виварий. Здесь его проверяют на заразные заболевания. После карантина его отправляют в основную часть здания.
• Изолятор . В изолятор помещают заболевших животных из основной части вивария.
• Клиника . Это комната, куда отвозят животных после хиругических вмешательств и экспериментов. Здесь их держат до тех пор, пока они не придут в норму.
• Секционная . Это помещение для хранения трупов, сюда переносят умерших животных. Здесь же производят вскрытие.
• Помещения для мойки инвентаря, клеток и спецодежды . Здесь должно быть все для дезинфекции оборудования.
• Крематорий Специальное помещение для утилизации трупов. Оборудуется печью и соответствующим инвентарём.
• Помещение для мойки животных . Содержание животных в чистоте – одно из непременных условий работы с лабораторными животными.

Во всех комнатах, где временно или постоянно находятся подопытные, должны быть вольеры или клетки. Здесь создают все условия для нормального содержания лабораторных животных.

Технические требования к виварию

Содержание лабораторных животных в вивариях потенциально опасно для прилегающих территории и людей, которые находятся на ней. Умершие или больные кролики, собаки, кошки могут стать источником инфекции. А если в лаборатории испытывают вакцины или другие препараты против инфекционных заболеваний, то о безопасности следует позаботиться вдвойне.

В частности, в виварии должны быть водонепроницаемые полы. При их изготовлении делают небольшой уклон – так, чтобы влага стекала в канализационную систему. Полы могут быть изготовлены с применением бетона, асфальта, пластика, плитки. Стены также отделывают материалом, устойчивым к влаге и другим жидкостям: масляной краской, пластиковыми панелями, плиткой.

Инженерные системы:

• Система канализации вивария должна быть отделена от общей. Сточные воды перед тем, как попасть в общую систему, обеззараживаются. В системе также должны быть предусмотрены широкие стоки.
• Вентиляция, согласно правилам содержания лабораторных животных, должна быть представлена двумя системами – естественной и приточно-вытяжной.
• В здании устраивают центральное отопление, которое обеспечивает температуру от +12 до +18 градусов по Цельсию.

Специальные помещения для содержания лабораторных животных

Помимо перечисленных выше помещений в виварии могут быть дополнительные комнаты, где содержат животных с опасными инфекционными заболеваниями и радиоактивным заражением. Они должны быть изолированы от других помещений и иметь холодильник. Обычно к ним примыкают операционные.

Собаки, кошки, грызуны и их содержание

Как мы уже уточняли, разные виды животных требуют своего подхода к содержанию и рациону. Расскажем об основных требованиях к содержанию кошек, собак и грызунов.

Собаки

Минимальный размер клетки – 1,5 на 1,2 метра, пол в ней утепляют, делают с небольшим уклоном. Ее регулярно моют и дезинфицируют, а самих животных – купают.

В ряде случаев собак “обеззвучивают”: проводят операцию на голосовых связках под местной анестезией и морфином. Это снижает уровень шума в виварии с большим количеством собак, но делает их непригодными к сложным экспериментам: после операции у животных может развиться дыхательная недостаточность.

Кошки

Кошки плохо переносят содержание в клетках, поэтому их помещают в целые комнаты. По ним животные могут свободно гулять. В помещении должно быть тепло и светло, не душно. На стенах устанавливают полки, на которых кошки могут сидеть. На полу ставят ящик с наполнителем – кошачий туалет. Туалет очищают регулярно, убирают запах с помощью химических средств.

Совместное содержание кошек и котов допустимо после кастрации. Перед тем, как ставить эксперименты, животных некоторое время держат в лаборатории – пока не привыкнут.

Грызуны и кролики

Мелких животных – от кроликов и большой белой крысы до мышей – можно держать в одном помещении, даже если они относятся к разным видам. Их помещают в клетки, клетки устанавливают на стеллажи – в 30-50 см от стен и 50-70 см от пола. Предусматривают проход между стеллажами – шириной от 1 метра.

Клетки подбирают по размерам и количеству животных. Изготавливают их из стали, жести, пластика. Важно, чтобы материал был достаточно прочным. Здесь ставят поилку и кормушку, на стенке устанавливают табличку с информацией о животных.

Кроликов и морских свинок можно держать как в помещении, так и за его пределами. На свежем воздухе и солнце вырастают более крепкие и здоровые животные.